由于海洋特殊的生境,海洋放线菌具有陆源放线菌不具备的新型天然活性产物合成潜力。然而,在现有的培养条件下,海洋放线菌的大部分次级代谢基因簇处于沉默状态,亟需新的科研技术手段来激活这些沉默基因簇从而发挥海洋放线菌的资源潜能。本论文期望通过遗传操作的优化、启动子的利用和CRISPR/Cas9基因编辑技术的应用,开发出适用于海洋放线菌的基于基因编辑的基因簇激活策略。首先,针对实验室先前构建的针对放线菌的CRISPR/Cas9系统,以菌株委内瑞拉链霉菌（Streptomyces venezuelae ATCC 15439）和劳伦氏链霉菌（Streptomyceslaurentii ATCC31255）为实验对象测试该系统对放线菌的可用性。本研究优化了接合转移流程中的供受体比例、热激温度、接合时间以及抗生素用量等实验条件,测试了 CRISPR相关元件Cas9、sgRNA对菌株生长的影响,并改善了非模式菌株接合效率低的现状,为海洋放线菌的遗传操作积累了经验。其次,本研究设计并合成了一系列组成型或诱导型启动子,以天蓝色链霉菌（Streptomycescoelicolor M512）为宿主,以天然红色素合成的正调控基因（redD）作为报告基因,利用游离型质粒将启动子-报告基因导入宿主,检测发酵产物的红色素含量,筛选出了表达效果较好的组成型启动子P5与P6和具有诱导效应的启动子P9与P11,这些启动子可以用于后续的海洋放线菌沉默基因簇的激活。接着,开展了海洋放线菌的基因编辑工作。以海洋放线菌Streptomyces sp.HNS054为操作目标,通过antiSMASH定位了该基因组的23个次级代谢产物基因簇,然后利用CRISPR/Cas9技术分别敲除了其中10个基因簇,以及在基因簇BGC1.1的调控基因（lasR2）上游成功插入了组成型启动子P5,共获得11株遗传稳定性良好的改造菌株。最后,对基因组改造的菌株进行了表型分析。通过对菌株发酵液的抑菌活性检测,其中3个基因簇（包括BGC1.1）被敲除后发酵液对枯草芽孢杆菌的抑菌活性消失,初步判断这3个基因簇与HNS054分泌的抑菌活性物质的生物合成有关。但是预期被组成型启动子P5提高BGC1.1基因簇表达水平的改造菌株,其抑菌活性并没有相应地提高。利用LC-MS检测了上述菌株的发酵提取物,观察到了改造菌在次级代谢物表达上的变化。综上所述,本论文成功实现了海洋放线菌Streptomyces sp.HNS054的CRISPR/Cas9基因编辑,获得了一系列基因改造型菌株,建立了从基因组预测、质粒载体构建、基因编辑到表型验证的海洋放线菌基因编辑实验方案,为后续的海洋放线菌天然活性产物研究建立了坚实的基础。