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由CRISPR/Cas9衍生而来的CRISPR-dCas9系统已被广泛用于基因表达调节、表观遗传调控以及高通量筛选等研究。dCas9失去了核酸酶活性,但保留了结合sgRNA及靶标DNA的能力,可通过与不同调节分子融合指导分子间相互作用。本研究通过CRISPR-dCas9-Tet1系统对CDH1(E-cadherin)基因启动子区进行DNA甲基化修饰靶向编辑,检测了DNA甲基化的变化及对CDH1基因表达和肿瘤细胞恶性表型的影响,另外,本研究使用DNA甲基转移酶抑制剂5-氮杂-2’-脱氧胞嘧啶核苷(5-Aza-dC)比较了修饰效果。研究首先对来自NCBI数据库的肺上皮细胞HBE和非小细胞肺癌细胞H460的RNA-seq数据并进行分析,以p值为0.0001,分析出18007个差异基因。经KEGG通路分析和GSEA基因集富集分析从中筛选出与癌症EMT途径,迁移及耐药性等功能相关的CDH1基因进行进一步研究。分别利用qPCR方法和亚硫酸氢盐PCR测序方法检测CDH1基因的表达和启动子区DNA甲基化。结果表明,CDH1基因在H460细胞中表达量显著低于HBE细胞,而CDH1基因启动子区DNA甲基化较HBE细胞升高,表明在H460细胞CDH1基因的表达量与其启动子区DNA甲基化负相关。为了进一步验证CDH1基因的表达与启动子区甲基化的相关性,本研究利用CRISPR-dCas9-Tet1介导对CDH1基因的启动子区CpG岛进行靶向去甲基化,并检测了对基因表达及对肺癌细胞H460恶性表型的影响。结果表明,dCas9-Tet1的转染显著降低H460细胞中CDH1基因启动子区甲基化水平,基因的mRNA表达量显著升高,蛋白的表达同样升高。转染后H460细胞的恶性表型被显著的抑制,细胞的增殖迁移、侵袭能力和成瘤能力均降低,细胞凋亡显著升高。另外,本研究利用DNA去甲基化转移酶抑制剂5-Aza-dC处理H460细胞,在40μM的浓度条件下,5-Aza-dC能够显著提高CDH1基因的mRNA表达,降低启动子区甲基化水平,细胞的增殖、迁移能力受到抑制,结果表明靶向去甲基化对肿瘤的抑制作用具有与临床药物同样的效果。综上所述,CDH1基因在肺癌细胞H460中低表达,其表达量与其启动子区DNA甲基化负相关;CRISPR-dCas9-Tet1介导的基因编辑技术能够靶向编辑DNA甲基化修饰,降低CDH1基因启动子区DNA甲基化,促进基因表达,进而抑制肿瘤恶性表型,且具有与DNA甲基转移酶抑制剂相似的效果。本研究为通过CRISPR/d-Cas9介导的特异位点DNA甲基化编辑进行肿瘤治疗提供了研究基础。