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第一部分肽功能化载HMME-Gd相变纳米酶的制备和表征的实验研究目的制备肽功能化载HMME-Gd相变纳米酶（t Ly P-1@H（Gd）-GOD@PFP NPs）,检测其基本表征:粒径、电位、包封率、载药率以及催化能力和相变能力,并检测其体内外靶向能力以及安全性。方法采用双乳化法制备t Ly P-1@H（Gd）-GOD@PFP NPs,使用透射电子显微镜观察其形态大小,马尔文粒径仪检测其粒径电位。紫外分光光度计检测H（Gd）（HMME-Gd）的包封率和载药率,高效液相色谱法检测葡萄糖氧化酶（GOD）的包封率和载药率。光镜下观察LIFU辐照（1.6 W/cm~2,脉冲模式,4 min）纳米酶后的相变情况。p H计检测LIFU辐照加入葡萄糖的纳米酶溶液的p H变化。使用酶标仪检测该纳米酶的酶活性动力学。CCK-8法检测纳米酶的体外安全性。激光共聚焦显微镜和流式细胞仪检测纳米酶的体外靶向效果,经异位移植瘤裸鼠模型尾静脉注射纳米酶后分别于不同时间点取肿瘤组织切片,激光共聚焦显微镜评估体内靶向性,并取眶静脉血进行血常规及血生化检查以评估其体内安全性。结果制备的t Ly P-1@H（Gd）-GOD@PFP NPs呈球形壳核结构,粒径分布均匀,马尔文粒径测得粒径约为（266.7±10.1）nm,电位约为（-16.23±0.45）m V。紫外分光光度计测得H（Gd）的包封率和载药率分别为94.8%和9.5%,高效液相色谱法测得GOD的包封率和载药率分别为15.1%和1.51%。光镜下观察纳米酶随着辐照时间（1～3 min）增多,其粒径增大并有破裂趋势,但在辐照时间4 min时粒径增大的纳米酶数量骤减。p H计检测t Ly P-1@H（Gd）-GOD@PFP NPs与同等浓度的GOD处理葡萄糖溶液时,在LIFU辐照后p H变化没有明显差异（P>0.05）。该纳米酶的Michaelis常数（Km）和最大反应速度（Vmax）分别为（16.97±2.04）mm和(5.31×10-7±2.13×10-8)m/s。CCK-8法和体内实验结果显示该纳米酶具有良好的生物安全性。在体外靶向性实验中,激光共聚焦显微镜显示t Ly P-1@H（Gd）-GOD@PFP NPs比H（Gd）-GOD@PFP NPs更多地聚集在MDA-MB-231细胞周围（P<0.05）,且人脐静脉内皮细胞（HUVEC）周围未见明显聚集现象。流式仪定量分析结果也与之相符。在体内靶向性实验中,激光共聚焦显微镜观察肿瘤组织切片发现,t Ly P-1@H（Gd）-GOD@PFP NPs比H（Gd）-GOD@PFP NPs更多地聚集在肿瘤组织（P<0.05）。结论成功制备的肽功能化载HMME-Gd相变纳米酶具有典型壳核结构,呈均一的球形,分散性好,药物包封率较高,在LIFU辐照下能发生相变并破裂释放GOD以有效催化葡萄糖。此外,其体内外安全性好,并对MDA-MB-231肿瘤细胞具有精准的体内外靶向性。第二部分肽功能化载HMME-Gd相变纳米酶用于乳腺癌多模态成像的实验研究目的观察t Ly P-1@H（Gd）-GOD@PFP NPs在体外和异位移植瘤裸鼠内的荧光成像、超声成像、光声成像以及磁共振成像效果。方法建立琼脂糖凝胶模型,使用超声诊断仪和光声成像仪对不同浓度的t Ly P-1@H（Gd）-GOD@PFP NPs进行体外超声成像和光声成像并定量分析信号强度;建立96孔板荧光成像模型,使用小动物活体荧光成像仪进行体外荧光成像;使用T1加权的磁共振成像系统在1.5 m L离心管中进行体外磁共振成像。经荷瘤裸鼠尾静脉注射t Ly P-1@H（G d）-GOD@PFP NPs、H（Gd）-GOD@PFP NPs或t Ly P-1@GOD@PFP NPs,分别使用超声诊断仪、光声成像仪、小动物活体荧光成像仪以及磁共振成像系统进行体内成像实验。结果体外成像实验结果显示,t Ly P-1@H（Gd）-GOD@PFP NPs可完成多模态成像,并且其成像强度与纳米酶浓度成正比。体内成像实验结果显示,t Ly P-1@H（Gd）-GOD@PFP NPs比H（Gd）-GOD@PFP NPs更能特异性地聚集并靶向肿瘤组织,且可于肿瘤组织显示出良好的多模态成像性能。结论制备的t Ly P-1@H（Gd）-GOD@PFP NPs在体外和异位移植瘤内均展示出良好的荧光成像、超声成像、光声成像以及磁共振成像效果,可实现多模态成像诊断。第三部分肽功能化载HMME-Gd相变纳米酶用于多功能精准治疗的实验研究目的研究t Ly P-1@H（Gd）-GOD@PFP NPs的体外活性氧生成能力以及体内外治疗乳腺癌的效果。方法通过单线态氧荧光探针SOSG,使用荧光分光光度计检测不同浓度t Ly P-1@H（Gd）-GOD@PFP NPs在LIFU辐照不同时间后产生活性氧的情况。将各组纳米酶与MDA-MB-231细胞孵育后,分别使用CCK-8法、流式细胞法评估其对肿瘤细胞的杀伤效果,并使用激光共聚焦显微镜观察染色后的细胞存活情况。将各组纳米酶处理后的细胞与DCFH-DA共孵育后使用激光共聚焦显微镜观察产生活性氧的效果。经过异位移植瘤裸鼠尾静脉注射各组纳米酶,联合LIFU辐照治疗后,处死各组裸鼠,并取心、肝、脾、肺、肾、肿瘤组织制成切片并进行H&E染色,同时将肿瘤组织制成切片进行PCNA和TUNEL染色并观察分析其治疗效果。结果t Ly P-1@H（Gd）-GOD@PFP NPs在LIFU辐照下产生活性氧的能力具有浓度依赖性和辐照时间依赖性。CCK-8、活死细胞双染法以及流式法结果均显示t Ly P-1@H（Gd）-GOD@PFP NPs+LIFU组比其余各组的杀伤效果更强。且激光共聚焦显微镜观察t Ly P-1@H（Gd）-GO D@PFP NPs+LIFU组产生活性氧的能力也明显优于其余各组。t Ly P-1@H（Gd）-GOD@PFP NPs+LIFU组肿瘤的生长完全受到抑制,且在治疗过程中,裸鼠体重没有发生明显变化。肿瘤组织的H&E染色示t Ly P-1@H（Gd）-GOD@PFP NPs+LIFU组细胞的凋亡和坏死明显多于其余各组,PCNA和TUNEL染色结果也显示该组细胞增殖指数明显降低,凋亡指数明显升高（P<0.05）。荷瘤裸鼠的主要脏器（心、肝、脾、肺、肾）均未显示明显损伤。结论包封于脂质体中的H（Gd）与GOD在t Ly P-1的特异靶向作用下,能精准到达肿瘤组织,在LIFU的辐照下相变破裂释放H（Gd）进行声动力治疗、并联合GOD催化产生的活性氧以及其“饥饿”疗法而实现多功能治疗效果。