目的:对小鼠胰腺内分泌细胞进行分离与提纯,并创建C57BL/6糖尿病小鼠模型及糖尿病小鼠胰岛移植模型。探究植入后使用早期干预剂奥曲肽,对糖尿病小鼠术后血糖及糖耐量的影响,并通过使用奥曲肽作为干预因子,对鼠胰岛β细胞株（Min6细胞）进行加药处理,观察细胞于常、缺氧条件下的凋亡,增殖及因子表达水平,探讨在胰岛移植术后早期,奥曲肽对胰岛的作用及其可能机制。方法:体内实验:取C57BL/6小鼠,经麻醉后,从胆总管注射胶原酶--V消化小鼠胰腺细胞,然后使用Histopaque-10771分离液对其进行分离。双硫腙（DTZ）染色,并对细胞进行计数和纯度分析。使用台盼蓝对细胞染色,计算细胞的活性。选用健康成年雄性SPF级C57BL/6小鼠30只,以1%的STZ柠檬酸液对小鼠进行注射,剂量为170 mg/kg,建造糖尿病小鼠模型。每日检测小鼠随机血糖,连续两次检测结果>21mmol/L被认为建模成功。选用成功诱导建立的小鼠,采用上一部分中的方法对供体胰腺进行消化分离和提纯,找到受体鼠的左肾,按照200个/只的数量植入被膜,处理被膜,并缝合切口。将移植成功小鼠分成单纯移植组（对照组）和移植后用组（实验组）,对移植后用药组小鼠按照50μg/Kg的量使用奥曲肽,单纯移植组注入相等剂量的生理盐水,分别为tid,持续14天。从手术后第1日开始至第6日,每天固定时间对两组小鼠分别进行尾静脉采血并监测血糖,第7至14日,每隔2-4天检测一次,于第14日摘除小鼠左肾,直至移植后第20日,每天检测小鼠随机血糖。术后第5日,从单纯移植和移植后用药的小鼠中选取各选3只进行糖耐量检测(分别设置为对照A组n=3,实验A组n=3,按照1 g/kg剂量,腹部注入0.3 g/ml葡萄糖,注射后分别在0、30 min、60 min、90 min、120 min等时间采集鼠尾静脉血,对小鼠进行血糖检测。体外实验:将小鼠胰岛β细胞株Min6细胞随机分为常氧培养组、缺氧培养组、常氧+奥曲肽组及缺氧+奥曲肽组。对常氧+奥曲肽组和缺氧+奥曲肽组使用10-8mol/L的奥曲肽进行预处理,然后将常氧培养组及常氧+奥曲肽组放置在37℃,21%O2的细胞培养箱中培养,将缺氧培养组与缺氧+奥曲肽组细胞放置在37℃、1%O2缺氧培养箱中分别培养过夜,收集细胞及上清液,使用蛋白印迹检测法（Western Blot）检测用药后HIF-1α的表达水平,并筛选出后续实验中奥曲肽的最佳用药浓度。并通过CCK-8法检测经奥曲肽处理后的细胞增殖活力,酶联免疫吸附试验（ELISA）、流式细胞术和WB分别检测胰腺内分泌细胞VEGF水平、细胞的凋亡率及细胞Bcl-2、LC3等蛋白的水平。结果:体内实验:每只C57BL/6小鼠经过消化、分离及纯化后,可得到（140±20）个胰岛。经DTZ染色后,被染比例大于90%。经台盼蓝染色后,未染色比例大于90%。接受胰岛移植后的单纯移植组小鼠的血糖在术后第1-6天,、第8、10、14、16、18、20天的血糖值分别为:（24.62±0.02）mmol/L、（13.79±0.04）mmol/L、（11.11±0.05）mmol/L、（11.18±0.04）mmol/L、（10.88±0.05）mmol/L、（11.06±0.05）mmol/L、（10.08±0.05）mmol/L、（8.43±0.03）mmol/L、（8.59±0.04）mmol/L、（17.71±0.05）mmol/L、（20.64±0.06）mmol/L、（24.10±0.06）mmol/L。移植加药组小鼠的血糖分别为（24.61±0.06）mmol/L、（9.34±0.06）mmol/L、（8.08±0.01）mmol/L、（7.41±0.05）mmol/L、（7.35±0.03）mmol/L、（6.99±0.03）mmol/L、（6.73±0.06）mmol/L、（7.07±0.03）mmol/L（6.91±0.02）mmol/L、（16.97±0.06）mmol/L、（20.03±0.04）mmol/L、（24.26±0.02）mmol/L。两组小鼠的血糖在接受移植后的第二天开始下降,移植加药组小鼠血糖恢复正常时间早于对照组小鼠,且整体血糖水平低于单纯移植组小鼠,差异有统计学意义（p<0.05）。在左肾摘除后,两组小鼠血糖升高较快。在糖耐量试验中,对照a组小鼠（n=3）在腹腔注射葡萄糖后的第0 min,15 min,30 min,60 min,90 min,120 min后的血糖值分别为（8.05±0.13）mmol/L、（23.32±0.04）mmol/L、（19.23±0.07）mmol/L、（13.86±0.02）mmol/L、（11.24±0.07）mmol/L、（10.54±0.02）mmol/L。实验a组小鼠（n=3）血糖值分别为（7.03±0.10）mmol/L、（18.53±0.04）mmol/L、（14.20±0.01）mmol/L、（11.11±0.01）mmol/L、（8.09±0.02）mmol/L、（6.99±0.07）mmol/L。对照a组和实验a组小鼠在腹腔注射葡萄糖后,血糖迅速上升,15分钟后开始下降,实验a组血糖恢复水平早于对照a组,且前者在术后的血糖维持在低于后者的水平,差异有统计学意义（p<0.05）。使用不同浓度（浓度分别为10-8 mmol/L,10-9 mmol/L,10-10 mmol/L）的奥曲肽对常氧及缺氧条件下的小鼠胰腺内分泌Min6细胞株进行处理,WB结果显示,常氧培养组、常氧+10-8 mmol/L奥曲肽组、常氧+10-9 mmol/L奥曲肽组、常氧+10-10 mmol/L奥曲肽组HIF-1α的表达分别为（0.27±0.0067）、（0.19±0.0068）、（0.22±0.0032）、（0.23±0.0070）,缺氧培养组、缺氧10-8 mmol/L奥曲肽组,缺氧10-9 mmol/L奥曲肽组,缺氧10-10mmol/L奥曲肽组HIF-1α的表达分别为（1.05±0.0048）、（0.38±0.0072）、（0.41±0.0068）、（0.43±0.0063）。缺氧培养组、缺氧+奥曲肽组细胞HIF-1α表达高于常氧培养组和常氧+奥曲肽组,常氧+奥曲肽组细胞低于常氧培养组,缺氧+奥曲肽组细胞HIF-1α表达低缺氧培养组（p<0.05）。CCK-8检测中,在培养1h、3h、6h、9h、12h后,常氧培养组的OD值分别为（0.789±0.034）、（0.753±0.001）、（0.941±0.028）、（1.234±0.012）、（1.280±0.037）。常氧+奥曲肽组细胞测得的OD值分别为（0.752±0.025）、（0.713±0.008）、（0.828±0.012）、（1.063±0.030）、（1.145±0.027）。缺氧培养组OD值分别为（1.533±0.020）、（1.666±0.005）、（1.967±0.023）、（2.416±0.030）、（2.387±0.016）。缺氧+奥曲肽组OD值分别为（1.348±0.023）、（1.446±0.014）、（1.780±0.010）、（2.101±0.084）、（2.010±0.043）,与相同氧含量培养组做对比,常氧+奥曲肽组及缺氧+奥曲肽组细胞增殖降低,差异有统计学意义（p0.05）,缺氧+奥曲肽组细胞VEGF表达低于缺氧培养组,差异有统计学意义（p<0.05）。常氧培养组、常氧+奥曲肽组、缺氧培养组、缺氧+奥曲肽组各组细胞的凋亡率分别为（10.46±0.6873）、（9.22±0.2768）、（14.57±0.3799）、（8.69±0.0115）,与常氧培养组和缺氧培养组相比,常氧+奥曲肽组、缺氧+奥曲肽组细胞凋亡率分别降低,差异有统计学意义（p0.05）,缺氧+奥曲肽组的LC3水平低于缺氧培养组,差异有统计学意义（p<0.05）。结论:本实验部分运用上述方法和步骤,得到的胰岛质量均较为满意,为下一步研究药物在体内及体外的实验做出准备。170mg/kg链脲佐菌素STZ液对C57BL/6小鼠患糖尿病起诱发作用。我们的项目团队已经掌握了分离和提纯胰岛,并将胰岛植入糖尿病小鼠体内的方法,从而成功建立胰岛移植到动物体内的模型。体内实验证明胰岛移植术后早期使用奥曲肽对移植模型进行处理可加快术后血糖恢复正常的时间,并将血糖保持在相对较低的状态,同时提高术后小鼠对升高的血糖的调节能力。体外实验证明缺氧环境可促进Min6细胞HIF-1α表达。奥曲肽可抑制小鼠胰腺内分泌细胞Min6的HIF-1α表达,降低细胞凋亡率,在一定程度上抑制Min6细胞增殖。并可抑制Min6细胞在缺氧环境中VEGF水平。通过进一步炎症,奥曲肽可通过上调Bcl-2表达以抑制程序性细胞死亡率,并通过降低LC3水平以降低细胞自噬有关。