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摘 要：目的：研究液浸速冻和低压静电场对冻藏水蜜桃果浆氧化特征的影响。方法：以气流速冻处理组为对照，分析了冻藏期间果浆在抗氧化能力、氧化底物、相关酶活力等方面的变化。结果：液浸速冻处理果浆的抗氧化能力损失较气流速冻更大，冻藏期间使用低压静电场可以抑制抗氧化能力的损失。氧化底物的保留率依次为低压静电场+液浸速冻>液浸速冻>气流速冻。冻藏期间的酶活力依次为气流速冻>液浸速冻≥低压静电场+液浸速冻。结论：液浸速冻加工并用低压静电场辅助冻藏的水蜜桃果浆具有更好的抗氧化特征。
关键词：液浸速冻;低压静电场;水蜜桃;抗氧化
水蜜桃属呼吸跃变型水果，采摘后有呼吸高峰的出现，果实成熟后软化迅速，且采收时气温较高，极易出现褐变、腐烂、变质[1]。水蜜桃鲜果的保鲜方式主要有冷藏、气调贮藏、涂抹保鲜剂等，但鲜果的保鲜时间多数小于30 d，无法实现真正意义上的跨季节保藏[2]。将鲜果制备成速冻果浆后能够将水蜜桃的保鲜时间延长到数个月，提升产品贮藏时的空间利用率，果浆相比于鲜果的经济效益也更好，因此开发水蜜桃速冻果浆对水蜜桃产业的发展有巨大的价值[3]。
影响速冻食品质量的一个重要因素是食品通过最大冰晶生成带的时间，现有生产上使用的速冻技术多为以气体为介质的气流速冻，由于空气的导热系数较低，速冻产品通过最大冰晶生成带的时间较长，使得产品质量低劣[4]。液浸速冻技术是采用超低温液体制冷剂浸渍冷冻的一种速冻工艺技术，可以加速冷冻食品通过最大冰晶生成带，减小冰结晶尺寸，提升冷冻品的质量[5]。现有的研究表明，在果蔬[6]、酱汁[7]、水产[8]等产品上应用液浸速冻技术可以有效保护组织结构的完整，减少产品因速冻而发生的品质劣化。
静电场是一种非热辅助冻结技术，该技术的原理是通过形成静电场来改变细胞内极性分子（如水分子、极性蛋白等）的空间排列以及酶蛋白的电离微环境来起到延长食品保鲜时间、改善冻结效果的作用[9]。研究发现，对-4 ℃微冻贮藏的竹节虾使用低压静电场处理后汁液流失率、挥发性盐基氮、脂肪氧化程度等明显降低，相比于没有电场的对照组具有更高的品质[9]。在冻结时施加静电场可以加快冻结速率，减小冰晶体积并保持细胞内水分分布[10-11]。在牛肉解冻时施加低压静电场可以加速蛋白质复性，减少解冻时的品质劣化并加快解冻速率[11]。静电场分为输出电压在2 500 V以下的低压静电场和2 500 V以上高压静电场，相比于高压静电场，低压静电场的安全性更高[12]。抗氧化特征是果蔬品质评价的重要环节[13]，本研究从抗氧化能力、氧化底物、氧化损伤等角度评价了浸速冻和低压静电场对水蜜桃果浆冻藏过程中抗氧化特征的影响，以期望为水蜜桃加工产业提供科学依据。
1 材料与方法
1.1 材料与仪器
水蜜桃，产地北京，所挑选果实均为7～8成熟，无机械损伤和病虫害。分光光度计：UV 3010型，日本日立公司;色彩色差计：CR-410型，柯尼卡美能达（中国）投资有限公司;液浸式速冻机：KQ-01型，广东科奇超速冻科技有限公司;-40 ℃气流速冻机，常州凯曼制冷设备有限公司;低压静电场发生装置，浙江驰力科技股份有限公司。
1.2 果浆制备
将新鲜水蜜桃去皮、切片后浸泡于护色液中20 min，每1 L护色液中含有6.44 g柠檬酸、10.66 g柠檬酸钠和3.33 g异抗坏血酸[14-15]。果肉与纯净水按2∶1比例打浆30 s，打浆时加入果肉质量1%的干冰，得到水蜜桃果浆。
1.3 试验方法
取果浆按150 g/袋封装入PE袋中，将果浆分为3组，试验组于液浸式速冻机内于-35 ℃冷冻液中冻结;对照组置气流速冻机中于-35 ℃进行冻结，待样品中心温度冻结至-18 ℃时取出。气流速冻果浆于-18 ℃储藏;液浸速冻果浆置于-18 ℃和外加低压静电场-18 ℃环境下储藏。冻藏果浆均在解冻后检测指标。各试验组命名：G18：气流速冻-18 ℃冻藏;L18：液浸速冻-18 ℃冻藏;LE18：液浸速冻-18 ℃低压静电场辅助冻藏。
1.4 抗氧化能力的测定
1.4.1 铁离子还原能力（FRAP）测定 FRAP工作液：8 mL 10 mmol/L的TPTZ溶液，8 mL 20 mmol/L的FeCl3·6H2O和80 mL 0.3 mol/L的醋酸缓冲液（pH 3.6），体积比1∶1∶10，混合均匀即得。FeSO4标准曲线的绘制：准确称取222.4 mg硫酸亚铁，溶于适量的水中，加入浓硫酸0.5 mL，再加水稀释至100 mL定容即为 8 000 μmol/L FeSO4标准溶液。用该溶液配制梯度FeSO4溶液，包括800、400、200、100 、50 、25 μmol/L，代替樣品加入FRAP工作液，于593 nm测定吸光值，绘制标准曲线。样品测定：取样品10倍稀释液0.6 mL，加5.4 mL预热至37 ℃的FRAP工作液，摇匀后放置10 min，于593 nm测定其吸光度值，以蒸馏水代替样品加入FRAP工作液作为空白。根据所得吸光值，在标准曲线上求得相应FeSO4浓度，定义为FRAP值，其值越大，抗氧化活性越强。
1.4.2 DPPH自由基清除能力测定 DPPH·无水乙醇溶液：0.003 9 g DPPH溶于100 mL无水乙醇中。样品测定：样品稀释10倍后按下列内容加入反应液，避光30 min后于518 nm处测定吸光度：空白组A0，2 mL DPPH+2 mL蒸馏水;测试组Ai，2 mL DPPH+2 mL样品稀释液;对照组Aj，2 mL无水乙醇+2 mL样品稀释液[16]。
计算公式如式（1）： 1.4.3 ABTS自由基清除能力测定 ABTS工作液：试剂一：0.038 4 g ABTS定容到10 mL，试剂二：0.013 4 g过硫酸钾定容到10 mL，试剂一与试剂二1∶1混合，12 h避光后得ABTS工作液。使用时用无水乙醇稀释20～50倍。样品测定：取 ABTS 自由基稀释液 5.4 mL 与 0.6 mL 稀释 10 倍样品混匀（无水乙醇设为对照），在室温下避光反应 10 min 后，于 734 nm 波 长下测定吸光值。
计算公式如式（2）：
式（2）中，A1为实验组吸光值、A0为对照组吸光值。
1.5 丙二醛（MDA）含量的测定
MDA提取液：0.6% TBA 10%三氯乙酸：3 g TBA和50 mL三氯乙酸用水定容到500 mL。测定方法：取1 g果浆与9 mL提取液混匀，沸水浴加热15 min，用流水快速冷却，5 000 r/min离心10 min，分别测定OD532、OD600、OD450。计算公式为式（3）：
1.6 维生素C和类胡萝卜素含量的测定
用2，6-二氯靛酚滴定法测定维生素C含量，参照GB 6195—1986[17]进行样品的处理与测定。参照文献[18-19]进行类胡萝卜素的提取，在450 nm下测定吸光值，样品中类胡萝卜素的量（mg/100 g）计算见式（4）：
式（4）中，A 为 450 nm 波长下的吸光值，V 为样品定容体积、m为样品质量（g）、2 500为在最大吸收光波长下1%类胡萝卜素的吸光系数的平均值。
1.7 多酚氧化酶（PPO）与过氧化物酶（POD）活力、总酚含量的检测
利用分光光度法检测PPO与POD活力，参照文献[20]进行样品的处理与酶活力的测定。每分钟吸光度变化0.001为1个活性单位。利用福林酚法测定总酚含量，参照文献[20-21]进行总酚的提取和测定。
1.8 数据统计与分析
每个试验均重复3次，结果以平均值±标准误表示，数据使用SPSS 22.0软件进行单因素分析并进行Tukey多重比较，标记（* vs G18，# vs L18，MYM vs LE18）表明具有显著性差异（P<0.05）。
2 结果与分析
2.1 冻藏过程中抗氧化能力的变化
如图1所示，相对于FRAP和ABTS自由基还原能力，冻藏期间果浆的DPPH自由基还原能力保存较好，90 d后保持在鲜样的（74.3%±6.3%）。冻藏期间3组样品的DPPH自由基还原能力依次为LE18>L18>G18，但差异无显著（图1C）。如图1A所示，液浸速冻处理的L18组铁离子还原能力流失最大，分别在15、60、75、90 d显著低于G18和LE18组。在冻藏過程中使用低压静电场可以改善液浸速冻引起的铁离子还原能力流失，且LE18组的铁离子还原能力分别在30、45 d显著高于G18和LE18组。如图1B所示，气流速冻组G18的ABTS自由基还原能力在冻藏前期位于较高水平，并在30 d显著高于其他两组，但在60 d显著低于L18、LE18组。此外，L18组的ABTS自由基还原能力在15 d显著低于另两组。
总体来看，液浸速冻加工果浆的抗氧化能力损失比气流速冻大，这可能是因为液浸速冻处理后的样品细胞完整性保持较好，冻藏期间细胞内的抗氧化物质能在化学环境适宜的亚细胞结构中反应。低压静电场改变了细胞内的电离环境，抑制了抗氧化物质的反应，所以能抑制因液浸速冻而导致的抗氧化能力流失。
2.2 冻藏期间氧化反应底物含量的变化
果肉组织中酚、维生素C和类胡萝卜素的浓度是品质评价中的常见指标，这些物质化学活性极大，即使在低温状态下也容易氧化流失[21-22]。对水蜜桃果浆中总酚、维生素C和类胡萝卜素检测后发现（图2）：总酚含量在15 d降低至鲜样的（24.6%±4.4%），30 d以后回复至与鲜样接近的水平上，且30 d静电场处理组LE18的总酚含量显著高于气流速冻组G18（图2A）;冻藏期间维生素C含量为鲜样的（10.2%±1.1%），且30 d液浸液处理组L18维生素C含量显著高于G18组（图2B）;类胡萝卜素含量除在30 d外保持在鲜样的（12.3%±1.2%），30 d各组的类胡萝卜素含量依次为LE18>L18>G18（P<0.05，图2C）。
图2结果表明，冻藏期间果浆内氧化反应依然在进行，其中前15 d相对剧烈，表现为15 d解冻后反应速率快速提升，导致酚和类胡萝卜素快速氧化;到30 d果浆解冻后反应速率提升较慢，总酚和类胡萝卜素含量相较15 d有明显的提升。在氧化底物保留方面，3个处理组的效果依次为低压静电场+液浸速冻>液浸速冻>气流速冻，该优势在前45 d更明显，45 d后无显著差异。
2.3 冻藏期间MDA含量的变化
MDA是膜脂过氧化产物，其浓度的高低可以表示细胞的氧化损伤程度，MDA可导致膜渗透，使原本区域化的酶与底物接触[23-24]。如图3所示，MDA含量除了30 d降低至鲜样的（38.8%±3.2%）外，冻藏期间保持在与鲜样相近的水平。75 d气流速冻组G18的MDA含量显著高于L18组，其他时间点3组之间均无显著性差异。
2.4 POD和PPO活性
POD是植物细胞内起抗氧化作用的一类酶，主要存在于过氧化物酶体中[25]，其在常温下会快速氧化果肉组织中的酚并生成褐色物质，影响产品的品质[20]。如图4所示，除30 d外，POD活力在冻藏期间几乎为0，30 d气流速冻组G18的POD活力显著高于L18和LE18组（图4A）。PPO活力在15 d升至鲜样的2.5～4倍，此时G18组的PPO活力显著高于L18和LE18组;45 d PPO活力从30 d的（10.1±3.1）提升至（38.3±8.0），此时气流速冻组G18的PPO活力显著高于静电场处理组LE18;45 d以后PPO活力逐渐下降，60 d G18组的PPO活力显著高于L18和LE18组;冻藏期间静电场处理组LE18的PPO活力在3个组中始终最低（图4B）。 由于所选原料成熟度较低，POD活力在冻藏期间较低[26]，30 d或许是由于细胞内过氧化物的累积消耗了游离氧，从而活化POD并抑制PPO[27];30 d之后过氧化物分解产生的氧又导致了PPO活力升高[28];在冻藏过程中3个处理组的酶活力依次为G18>L18≥LE18，该结果表明因液浸速冻而相对完整保留的细胞结构能更好地抑制酶活力，而低压静电场能在冻藏过程中对酶产生抑制作用[29]。
3 结论
本研究探讨了冻结方式和辅助冻藏设施对水蜜桃果浆冻藏期间抗氧化特征的影响，得到以下结果：（1）果浆的抗氧化物质在冻藏过程中不断消耗，低压静电场能一定程度地抑制抗氧化物质的消耗;（2）在果浆冻藏的前15 d解冻会快速提升氧化速率，导致酚、类胡萝卜素等物质大量氧化;（3）液浸速冻和低压静电场均能抑制果浆内的酶活力;（4）液浸速冻加工并用低压静电场辅助冻藏的水蜜桃果浆具有更好的抗氧化特征。
参考文献
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关键词：液浸速冻;低压静电场;水蜜桃;抗氧化
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影响速冻食品质量的一个重要因素是食品通过最大冰晶生成带的时间，现有生产上使用的速冻技术多为以气体为介质的气流速冻，由于空气的导热系数较低，速冻产品通过最大冰晶生成带的时间较长，使得产品质量低劣[4]。液浸速冻技术是采用超低温液体制冷剂浸渍冷冻的一种速冻工艺技术，可以加速冷冻食品通过最大冰晶生成带，减小冰结晶尺寸，提升冷冻品的质量[5]。现有的研究表明，在果蔬[6]、酱汁[7]、水产[8]等产品上应用液浸速冻技术可以有效保护组织结构的完整，减少产品因速冻而发生的品质劣化。
静电场是一种非热辅助冻结技术，该技术的原理是通过形成静电场来改变细胞内极性分子（如水分子、极性蛋白等）的空间排列以及酶蛋白的电离微环境来起到延长食品保鲜时间、改善冻结效果的作用[9]。研究发现，对-4 ℃微冻贮藏的竹节虾使用低压静电场处理后汁液流失率、挥发性盐基氮、脂肪氧化程度等明显降低，相比于没有电场的对照组具有更高的品质[9]。在冻结时施加静电场可以加快冻结速率，减小冰晶体积并保持细胞内水分分布[10-11]。在牛肉解冻时施加低压静电场可以加速蛋白质复性，减少解冻时的品质劣化并加快解冻速率[11]。静电场分为输出电压在2 500 V以下的低压静电场和2 500 V以上高压静电场，相比于高压静电场，低压静电场的安全性更高[12]。抗氧化特征是果蔬品质评价的重要环节[13]，本研究从抗氧化能力、氧化底物、氧化损伤等角度评价了浸速冻和低压静电场对水蜜桃果浆冻藏过程中抗氧化特征的影响，以期望为水蜜桃加工产业提供科学依据。
1 材料与方法
1.1 材料与仪器
水蜜桃，产地北京，所挑选果实均为7～8成熟，无机械损伤和病虫害。分光光度计：UV 3010型，日本日立公司;色彩色差计：CR-410型，柯尼卡美能达（中国）投资有限公司;液浸式速冻机：KQ-01型，广东科奇超速冻科技有限公司;-40 ℃气流速冻机，常州凯曼制冷设备有限公司;低压静电场发生装置，浙江驰力科技股份有限公司。
1.2 果浆制备
将新鲜水蜜桃去皮、切片后浸泡于护色液中20 min，每1 L护色液中含有6.44 g柠檬酸、10.66 g柠檬酸钠和3.33 g异抗坏血酸[14-15]。果肉与纯净水按2∶1比例打浆30 s，打浆时加入果肉质量1%的干冰，得到水蜜桃果浆。
1.3 试验方法
取果浆按150 g/袋封装入PE袋中，将果浆分为3组，试验组于液浸式速冻机内于-35 ℃冷冻液中冻结;对照组置气流速冻机中于-35 ℃进行冻结，待样品中心温度冻结至-18 ℃时取出。气流速冻果浆于-18 ℃储藏;液浸速冻果浆置于-18 ℃和外加低压静电场-18 ℃环境下储藏。冻藏果浆均在解冻后检测指标。各试验组命名：G18：气流速冻-18 ℃冻藏;L18：液浸速冻-18 ℃冻藏;LE18：液浸速冻-18 ℃低压静电场辅助冻藏。
1.4 抗氧化能力的测定
1.4.1 铁离子还原能力（FRAP）测定 FRAP工作液：8 mL 10 mmol/L的TPTZ溶液，8 mL 20 mmol/L的FeCl3·6H2O和80 mL 0.3 mol/L的醋酸缓冲液（pH 3.6），体积比1∶1∶10，混合均匀即得。FeSO4标准曲线的绘制：准确称取222.4 mg硫酸亚铁，溶于适量的水中，加入浓硫酸0.5 mL，再加水稀释至100 mL定容即为 8 000 μmol/L FeSO4标准溶液。用该溶液配制梯度FeSO4溶液，包括800、400、200、100 、50 、25 μmol/L，代替樣品加入FRAP工作液，于593 nm测定吸光值，绘制标准曲线。样品测定：取样品10倍稀释液0.6 mL，加5.4 mL预热至37 ℃的FRAP工作液，摇匀后放置10 min，于593 nm测定其吸光度值，以蒸馏水代替样品加入FRAP工作液作为空白。根据所得吸光值，在标准曲线上求得相应FeSO4浓度，定义为FRAP值，其值越大，抗氧化活性越强。
1.4.2 DPPH自由基清除能力测定 DPPH·无水乙醇溶液：0.003 9 g DPPH溶于100 mL无水乙醇中。样品测定：样品稀释10倍后按下列内容加入反应液，避光30 min后于518 nm处测定吸光度：空白组A0，2 mL DPPH+2 mL蒸馏水;测试组Ai，2 mL DPPH+2 mL样品稀释液;对照组Aj，2 mL无水乙醇+2 mL样品稀释液[16]。
计算公式如式（1）： 1.4.3 ABTS自由基清除能力测定 ABTS工作液：试剂一：0.038 4 g ABTS定容到10 mL，试剂二：0.013 4 g过硫酸钾定容到10 mL，试剂一与试剂二1∶1混合，12 h避光后得ABTS工作液。使用时用无水乙醇稀释20～50倍。样品测定：取 ABTS 自由基稀释液 5.4 mL 与 0.6 mL 稀释 10 倍样品混匀（无水乙醇设为对照），在室温下避光反应 10 min 后，于 734 nm 波 长下测定吸光值。
计算公式如式（2）：
式（2）中，A1为实验组吸光值、A0为对照组吸光值。
1.5 丙二醛（MDA）含量的测定
MDA提取液：0.6% TBA 10%三氯乙酸：3 g TBA和50 mL三氯乙酸用水定容到500 mL。测定方法：取1 g果浆与9 mL提取液混匀，沸水浴加热15 min，用流水快速冷却，5 000 r/min离心10 min，分别测定OD532、OD600、OD450。计算公式为式（3）：
1.6 维生素C和类胡萝卜素含量的测定
用2，6-二氯靛酚滴定法测定维生素C含量，参照GB 6195—1986[17]进行样品的处理与测定。参照文献[18-19]进行类胡萝卜素的提取，在450 nm下测定吸光值，样品中类胡萝卜素的量（mg/100 g）计算见式（4）：
式（4）中，A 为 450 nm 波长下的吸光值，V 为样品定容体积、m为样品质量（g）、2 500为在最大吸收光波长下1%类胡萝卜素的吸光系数的平均值。
1.7 多酚氧化酶（PPO）与过氧化物酶（POD）活力、总酚含量的检测
利用分光光度法检测PPO与POD活力，参照文献[20]进行样品的处理与酶活力的测定。每分钟吸光度变化0.001为1个活性单位。利用福林酚法测定总酚含量，参照文献[20-21]进行总酚的提取和测定。
1.8 数据统计与分析
每个试验均重复3次，结果以平均值±标准误表示，数据使用SPSS 22.0软件进行单因素分析并进行Tukey多重比较，标记（* vs G18，# vs L18，MYM vs LE18）表明具有显著性差异（P<0.05）。
2 结果与分析
2.1 冻藏过程中抗氧化能力的变化
如图1所示，相对于FRAP和ABTS自由基还原能力，冻藏期间果浆的DPPH自由基还原能力保存较好，90 d后保持在鲜样的（74.3%±6.3%）。冻藏期间3组样品的DPPH自由基还原能力依次为LE18>L18>G18，但差异无显著（图1C）。如图1A所示，液浸速冻处理的L18组铁离子还原能力流失最大，分别在15、60、75、90 d显著低于G18和LE18组。在冻藏過程中使用低压静电场可以改善液浸速冻引起的铁离子还原能力流失，且LE18组的铁离子还原能力分别在30、45 d显著高于G18和LE18组。如图1B所示，气流速冻组G18的ABTS自由基还原能力在冻藏前期位于较高水平，并在30 d显著高于其他两组，但在60 d显著低于L18、LE18组。此外，L18组的ABTS自由基还原能力在15 d显著低于另两组。
总体来看，液浸速冻加工果浆的抗氧化能力损失比气流速冻大，这可能是因为液浸速冻处理后的样品细胞完整性保持较好，冻藏期间细胞内的抗氧化物质能在化学环境适宜的亚细胞结构中反应。低压静电场改变了细胞内的电离环境，抑制了抗氧化物质的反应，所以能抑制因液浸速冻而导致的抗氧化能力流失。
2.2 冻藏期间氧化反应底物含量的变化
果肉组织中酚、维生素C和类胡萝卜素的浓度是品质评价中的常见指标，这些物质化学活性极大，即使在低温状态下也容易氧化流失[21-22]。对水蜜桃果浆中总酚、维生素C和类胡萝卜素检测后发现（图2）：总酚含量在15 d降低至鲜样的（24.6%±4.4%），30 d以后回复至与鲜样接近的水平上，且30 d静电场处理组LE18的总酚含量显著高于气流速冻组G18（图2A）;冻藏期间维生素C含量为鲜样的（10.2%±1.1%），且30 d液浸液处理组L18维生素C含量显著高于G18组（图2B）;类胡萝卜素含量除在30 d外保持在鲜样的（12.3%±1.2%），30 d各组的类胡萝卜素含量依次为LE18>L18>G18（P<0.05，图2C）。
图2结果表明，冻藏期间果浆内氧化反应依然在进行，其中前15 d相对剧烈，表现为15 d解冻后反应速率快速提升，导致酚和类胡萝卜素快速氧化;到30 d果浆解冻后反应速率提升较慢，总酚和类胡萝卜素含量相较15 d有明显的提升。在氧化底物保留方面，3个处理组的效果依次为低压静电场+液浸速冻>液浸速冻>气流速冻，该优势在前45 d更明显，45 d后无显著差异。
2.3 冻藏期间MDA含量的变化
MDA是膜脂过氧化产物，其浓度的高低可以表示细胞的氧化损伤程度，MDA可导致膜渗透，使原本区域化的酶与底物接触[23-24]。如图3所示，MDA含量除了30 d降低至鲜样的（38.8%±3.2%）外，冻藏期间保持在与鲜样相近的水平。75 d气流速冻组G18的MDA含量显著高于L18组，其他时间点3组之间均无显著性差异。
2.4 POD和PPO活性
POD是植物细胞内起抗氧化作用的一类酶，主要存在于过氧化物酶体中[25]，其在常温下会快速氧化果肉组织中的酚并生成褐色物质，影响产品的品质[20]。如图4所示，除30 d外，POD活力在冻藏期间几乎为0，30 d气流速冻组G18的POD活力显著高于L18和LE18组（图4A）。PPO活力在15 d升至鲜样的2.5～4倍，此时G18组的PPO活力显著高于L18和LE18组;45 d PPO活力从30 d的（10.1±3.1）提升至（38.3±8.0），此时气流速冻组G18的PPO活力显著高于静电场处理组LE18;45 d以后PPO活力逐渐下降，60 d G18组的PPO活力显著高于L18和LE18组;冻藏期间静电场处理组LE18的PPO活力在3个组中始终最低（图4B）。 由于所选原料成熟度较低，POD活力在冻藏期间较低[26]，30 d或许是由于细胞内过氧化物的累积消耗了游离氧，从而活化POD并抑制PPO[27];30 d之后过氧化物分解产生的氧又导致了PPO活力升高[28];在冻藏过程中3个处理组的酶活力依次为G18>L18≥LE18，该结果表明因液浸速冻而相对完整保留的细胞结构能更好地抑制酶活力，而低压静电场能在冻藏过程中对酶产生抑制作用[29]。
3 结论
本研究探讨了冻结方式和辅助冻藏设施对水蜜桃果浆冻藏期间抗氧化特征的影响，得到以下结果：（1）果浆的抗氧化物质在冻藏过程中不断消耗，低压静电场能一定程度地抑制抗氧化物质的消耗;（2）在果浆冻藏的前15 d解冻会快速提升氧化速率，导致酚、类胡萝卜素等物质大量氧化;（3）液浸速冻和低压静电场均能抑制果浆内的酶活力;（4）液浸速冻加工并用低压静电场辅助冻藏的水蜜桃果浆具有更好的抗氧化特征。
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