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目的近10年来,由肠球菌引起的医院感染越来越受到重视,美国医院感染监视系统已将其列为医院感染的第二大病原菌,占所有医院感染原因的12%。而我国肠球菌感染亦有明显增加的趋势。在引起医院感染的肠球菌中约18%～50%对万古霉素耐药,这些耐万古霉素肠球菌(vancomycin-resistant Enterococci,VRE)对多种抗菌药物均耐药,如对青霉素的耐药率高达97%,对高浓度庆大霉素耐药率达52.1%,对高浓度链霉素耐药率达58.3%,给临床治疗带来巨大困难。利奈唑胺是新型嗯唑烷酮类抗生素,被认为是目前治疗VRE感染和控制VRE医院感染暴发流行的唯一药物。然而,随着该药的大规模上市使用,在临床工作中不断有耐利奈唑胺菌株的报导。因此,对耐利奈唑胺肠球菌的研究对临床用药有较大意义。本实验从利奈唑胺对肠球菌耐药的诱导作用入手,先让肠球菌在体外长期接触小剂量利奈唑胺,然后逐步增加利奈唑胺的浓度,观察肠球菌的生长情况,判断肠球菌对利奈唑胺产生继发耐药的难易。并通过比较敏感肠球菌及耐药肠球菌23s rRNA的基因变化,探讨肠球菌对利奈唑胺的耐药机制。旨在引起广大医务人员的重视,合理用药,减少耐药的发生。方法首先对9株临床分离的肠球菌及1株质控菌株进行鉴定和培养,然后采用2009年CLSI标准推荐的琼脂二倍稀释法进行药敏试验,得到这10株肠球菌对利奈唑胺的MIC值。接下来进行多步法诱导耐药试验,就是将肠球菌依次接种在利奈唑胺浓度成倍增加的MH琼脂培养基中,初始浓度为1／4MIC,每个药物浓度培养3-5代,当细菌生长不良时可降低浓度重复传代培养,每个药物浓度最多培养10代。对诱导出的耐药菌株进行琼脂二倍稀释法测定MIC值,比较诱导前后耐药性变化。再对肠球菌23s rRNA基因V区域中第2332bp-2720bp片段行PCR扩增,如果该基因中存在G2576U突变就会被限制性内切酶MaeI切为两段,反之不能。应用酶切、电泳的方法使野生基因与突变基因分离,再通过Tanon Gis(天能)凝胶图像分析系统分析结果,得到耐药菌中包含的G2576U突变数目。结果上述9株临床分离肠球菌以及质控菌株经过体外诱导耐药后,MIC值均显著增高,分别增加了8-64倍,并经稳定性实验证实为稳定的耐药菌株。提示肠球菌经过体外不断地接受抗菌药物的压力,容易对利奈唑胺产生继发耐药,这与临床工作中耐药菌的迅速出现相吻合。粪肠球菌诱导前后的MIC值变化更大且所需的诱导代数更少,说明粪肠球菌比屎肠球菌更容易发生诱导耐药。本实验诱导出的稳定耐药株中均检测出G2576U突变,且肠球菌MIC值随着G2576U突变数量的增多而增高。这与Prystowsky, J.等人的研究吻合,说明肠球菌对利奈唑胺耐药与2576位的基因突变有关,肠球菌的耐药性与G2576U突变数量呈正相关。该突变位点位于23S rRNA基因可变区(V区)的中心,是利奈唑胺的结合位点,正是这个靶位的改变导致了肠球菌的耐药。结论利奈唑胺可诱导肠球菌产生获得性耐药,其耐药机制与肠球菌23s rRNA基因的点突变相关。