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目的:本项目拟运用转录组学和表观遗传组学研究方法,分析全基因组组蛋白H3第二十七位赖氨酸残基乙酰化(Histone 3 lysine 27 acetylation,H3K27ac)在慢性DSS(葡聚糖硫酸钠)诱导的实验性肠组织中相比对照组的修饰图谱变化,以明确其是否参与IBD(Inflammatory bowel disease,炎症性肠病)发病机制,并同时识别由于H3K27ac改变导致基因表达异常的候选基因以及可能的转录因子调控网络和增强子,并进一步探讨转录因子结合表观遗传修饰的可能的调控机制。方法:建立DSS诱导的慢性小鼠肠炎模型,末次给予DSS后的第4-6天(炎症最重时期)处死小鼠,取肠道远端组织,采用高通量转录组测序(RNA-Sequence,RNA-seq)鉴别DSS诱导后实验组和对照组基因表达差异,同时H3K27ac高通量染色质免疫共沉淀测序(Chromatin immunoprecipitation–Sequence,ChIP-seq)识别全基因组H3K27ac富集程度和分布差异,并进一步采用生物信息学GO和KEGG等方法分析数据。鉴别转录因子后采用实时荧光定量实验(Real-time fluorescent quantitation,qRT-PCR)和Western blotting确认其表达,并进一步采用蛋白质免疫共沉淀(Co-Immunoprecipitation,CoIP)确认其与H3K27ac修饰酶是否有相互结合。结果:我们发现,在两组小鼠的结肠组织中,整体基因组H3K27ac富集水平和分布均无显著差异;而与对照组相比,DSS组特异性的经典增强子区域有明显较高的H3K27ac富集信号,在超级增强子区域两组之间未显示明显差异。进一步结合RNA-seq数据分析,筛选出基因表达差异>2倍的上调基因和两组H3K27ac富集差异区域所调控的基因,我们确定89个候选基因进行后续研究。这些基因代表经过DSS处理后转录阶段发生H3K27乙酰化(ac),继之表型也随之发生改变的基因。由于H3K27ac富集程度变化使转录因子结合率改变,并且H3K27ac是活跃增强子的经典标志物,可直接反映增强子的变化,因此动态增强子活性可作为一种工具来识别DSS处理引起的转录因子(TFs)调节网络的改变。最后,我们预测了与DSS处理组中那些特殊的经典增强子区域高度匹配的TFs。其中,我们发现肠炎中上调活化的STAT1可能在肠上皮细胞中通过与EP300结合促进靶基因上游经典增强子序列H3K27ac增加协同促进靶基因IFITM1、CXCL10及GPX3的表达。其对肠上皮炎症及黏膜损伤修复相关功能有待进一步研究。结论:我们研究表明,DSS处理后,特殊的经典增强子区域H3K27ac富集在DSS诱导后的肠炎组织中显著增加,并通过调节邻近基因的表达以及改变TFs网络,其中,上调的P-STAT1极有可能通过结合EP300促进靶基因上游经典增强子区域H3K27ac协同促进靶基因表达,进而参与肠炎的发生发展,这为更深入理解IBD发病机制、并为研发IBD新的治疗策略提供理论依据。