目的　　 脊髓缺血/再灌注损伤分为原发和继发两种损伤,继发损伤以缺血为主,主要原因有脊髓受压,脊髓主要供血的根动脉阻断、损伤或灌注压太低等。临床主动脉瘤、血管畸形手术以及心脏手术体外循环期间等,均可引发脊髓缺血再灌注损伤[1],导致损伤平面以下感觉和运动缺失,以及膀胱、肠道和性功能等不可逆的生理功能的障碍,给家庭和社会带来巨大的精神和经济负担,已成为现代医学中急需攻克的难题。　　 目前国际上有关脊髓抗缺血/再灌注损伤保护的研究主要集中在神经保护剂的开发和应用,包括自由基清除剂、谷氨酸释放抑制剂及腺苷,麻醉药物,阿片受体拮抗剂等药物[2]。缺血/再灌注损伤机制十分复杂,多年来研究者试图找到有效的药物或干预措施来减轻缺血/再灌注损伤,虽然发现有些药物或处理措施在实验动物身上有效,但到目前为止能成功应用于临床的仍然很少。国内对脊髓缺血保护的研究不多,结果报道非常有限,因此必须寻找新的途径来提高脊髓保护的临床效果。　　 虽然缺血预处理是近年来发现的能减轻缺血/再灌注损伤的最有效方法之一,但其临床应用价值受到很大的限制。临床上许多疾病存在或伴随缺血/再灌注损伤,何时发生缺血以及发生何种程度的缺血在大多数疾病中无法预料,这大大限制了缺血预处理在临床的应用,这也为再灌注初始采用缺血后处理提供了机会,缺血后处理是一种应用于再灌注早期的新的机械性干预措施,具有可预知性和可控制性的特点,而且其在临床上应用具有操作简单、方便、可行的特点,易为外科医生所接受,具有缺血预处理无法比拟的优势,前景更加广阔。　　 经典的缺血后处理,即在缺血后给予几个短暂的灌注再缺血循环的处理措施,首先在心脏的缺血/再灌注损伤中被证明有保护作用。2003年,利用犬在体心肌缺血/再灌注模型发现,在长时间再灌注开始早期给予3个循环30秒缺血/30秒再灌注,可以减轻心肌缺血/再灌注损伤,其心肌保护作用的程度与缺血预适应相当[3]。缺血后适应的心肌保护作用已经在不同的动物模型中得到广泛验证[4],最新的一项临床研究更进一步证实了缺血后适应是一种能够为临床所接受的心肌保护手段[5]。缺血后适应特异性减轻再灌注损伤,其作用机制未完全阐明,现有的研究表明缺血后适应可以减轻再灌注早期的炎症反应[3],改善氧自由基代谢[3],抑制线粒体通透性转运通道(mitochondrial permibility transition pore,mFTP)开放功能[4]和激活再灌注损伤清除激酶信号通路(reperfusion injury salvage kinase.RISK)等[6]。虽然经过多年的研究,缺血预适应已经成为一种公认的抗缺血保护机制,但同缺血预适应不同,缺血后适应作用切入点为再灌注开始,因此具有更好的临床应用前景。　　 随着认识的不断深入,对缺血后适应的研究已不局限于心肌保护,已有报道经典缺血后适应方法的神经保护作用,并确定再灌注开始的数分钟是保护作用关键[7],并发现缺血后适应可以和缺血预适应产生协同保护作用。在进一步研究中,将再灌注早期灌注压控制在较低的水平(45-55mmHg),结果证明这种再灌注方法也可以显著减轻缺血后脊髓的神经功能损害[8]。同经典的缺血后适应法比较,这种控制性低灌注压再灌注方法没有附加缺血,可能更易于临床工作接受,可以认为是一种改良的缺血后适应的方法。　　 目前关于缺血后适应神经保护作用的研究甚少,相关分子机制尚不清楚,有待进一步研究。研究发现磷脂酰肌醇-3-激酶(phosphatidylinnositol3 kinase-Akt,PI3K-Akt)信号通路在脑缺血后神经元存活过程中发挥重要作用[9],细胞外信号调节激酶(extracellular sugnal-related kinases,ERK)信号途径则介导了促红细胞生成素等脑缺血的神经保护作用[10]。PI3K/Akt和ERK共同组成了RISK通路,RISK通路在脊髓缺血/再灌注损伤神经保护作用的研究尚待进一步研究。　　 另有研究发现mPTP在中枢神经系统损伤神经元死亡的过程中发挥重要,抑制其开放则有助于减轻神经损伤[11]。应激状态下mPTP开放可以导致位于膜间隙的一些在细胞凋亡中起关键作用的因子释放,同时导致离子和代谢物失衡,激活磷脂酶,核酶,蛋白水解酶等降解酶。多种因素可以影响mPTP开放的功能,在脊髓缺血/再灌注损伤中RISK通路能否影响mPTP开放的功能,尚有待研究。本课题拟在前期研究的基础之上,利用相同的脊髓缺血模型,比较两种缺血后适应方法对于缺血脊髓的神经保护作用效果,并深入探讨上述两种缺血后适应方法对于再灌注早期RISK活性,mPTP开放的影响,阐明其神经保护机制的相关分子机制,为进一步可能的临床应用提供理论和实践依据。　　 实验材料　　 1、实验动物　　 雄性日本大耳白兔(体重在2-2.5kg之间),由中国医科大学实验动物中心提供。　　 2、实验试剂　　 PD98059、LY294002(santa,美国);Bcl-2/BaxmRNA引物(大连宝生物公司);Bcl-2/Bax多克隆抗体(即用型)(santa,美国);caspase-3多克隆抗体(Neomarker,美国);p-Akt、p-ERK多克隆抗体(即用型)(大连博士德),Histostain TM Plus Kits S-P9000免疫组化染色试剂盒、ZLI-9108浓缩型DAB试剂盒(北京中杉生物公司);Trizol(Invitrogen,美国);One step RT-PCR试剂盒(大连宝生物公司);聚偏二氟乙烯(PVDF)蛋白印迹膜(Bio-Rad,美国);乌拉坦氨基甲酸乙酯(乌拉坦)(上海化学试剂采购供应站);丙二醛测定试剂盒及超氧化物歧化酶测定试剂盒(南京建成生物工程公司);细胞凋亡原位检测试剂盒(华美生物工程公司);PBS等其它试剂为国产分析纯。　　 3、主要实验仪器　　 (1)振荡水浴箱(GFL THERMOLAB,美国)　　 (2)超低温冰箱(SANYO MDF-U,日本)　　 (3)旋涡振荡器(VORTEX-2 GENE,美国)　　 (4)水平板电泳系统(BIO-RAD Sub-cell GT,美国)　　 (5)通用电泳仪(BIO-RAD PowerPac200,美国)　　 (6)台式低温高速冷冻离心机(Sigma3K30,美国)　　 (7)显微图像分析系统(Olympus AX70/Coolsnapfx/MetaMorph,日本)　　 (8)电热恒温鼓风干燥箱(余姚TDW,中国)　　 (9)自动电泳凝胶成像分析仪(Alphainnotech ChemiImager5500,美国)　　 (10)小型垂直电泳仪(Bio-Rad Mini-ProteinⅢ,美国)　　 (11)半干转印仪(Bio-Rad Seimidry transfer system,美国)　　 (12)自动封膜仪(江苏仪器设备公司,中国)　　 (13)722型分光光度计(上海分析仪器厂,中国)　　 (14)UV-300型紫外分光光度计(Unicam,美国)　　 (15)HEIDOLPH DIAX900型匀浆机(德国)　　 (16)PTC-100型PCR扩增仪(美国)　　 (17)GLS-700D型数码凝胶扫描分析系统(上海,中国)　　 (18)A-200 Ds电子天平(美国)　　 (19)B-Brown微量泵(德国)　　 (20)Gem Premier3000型血气分析仪(IL,美国)　　 (21)超纯水装置(MILLIPORE MILLI-Q,美国)　　 (22)实验室制冰机(ZIGERA2BE-70-35,德国)　　 (23)小型台式离心机(SIGMA1-13,美国)　　 (24)3K15型高速离心机(sigma,德国)　　 (25)PH计(WTW InoLab,德国)　　 (26)电动高压消毒锅(HIRAYAMA HVE-50,美国)　　 (27)HSS-1数字超级恒温浴槽(成都仪器厂,中国)　　 (28)AO石蜡切片机,光学显微镜(奥林巴斯),EJM1200-EX透射电镜,数码相机(日本SONY公司)。　　 (29)4F球囊充气导管(美国)　　 (30)PE-10(宁波市科技园区安来软件科技有限公司)　　 实验方法：　　 1、建立日本大耳白兔脊髓缺血/再灌注模型　　 1.1动物模型制备:雄性日本大耳白兔耳缘静脉注射20％乌拉坦(1mg/kg)进行麻醉,连续监测心率,耳缘中动脉置管,测量近端动脉血压,股动脉置管检测远端血压,直肠内置入温度传感器,持续监测体温,应用电热毯维持核心温度37±1℃。耳缘静脉插管,确保输液通路,术中持续输入复方乳酸钠4 ml·kg-1·h-1。经典缺血后处理模型行正中剖腹,游离显露左肾动脉,动脉下1cm处阻断腹主动脉25min后开放主动脉,再灌注1min后给予5循环缺血后适应(阻断腹主动脉1min/开放1min为一循环);改良缺血后处理模型采用球囊导管肾动脉下水平阻断兔腹主动脉25min,以远端动脉压力低于20mmHg为完全阻断的标准,再灌注开始的10min球囊部分排空,将腹主动脉远端血压控制在45-55mmHg:之后丝线缝合,回笼饲养.　　 1.2鞘内置管:将已经消毒的PE-10导管从L5-6插入7.0～8.0 cm,至脊髓胸段,回抽有脑脊液后即可用于实验。　　 2、实验分组和取材　　 实验共分13组,S组(假手术对照组sham,n=12):打开腹腔暴露肾下腹主动脉,不行阻断;C组(对照组control,n=12):肾动脉下水平阻断腹主动脉25min;PA组(经典缺血后适应组postcon A,n=12):肾动脉下水平阻断腹主动脉25min;再灌注1min后给予5循环缺血后适应(阻断腹主动脉1min/开放1min为一循环);PB组(改良缺血后适应组postcon B,n=12):肾动脉下水平阻断腹主动脉25min,再灌注开始的10min球囊部分排空,将腹主动脉远端血压控制在45-55mmHg:D组(DMSO组,n=6只),腹主动脉开放前1min鞘内注射10％。DMS020ul,之后进行改良缺血后处理;PY5组(5ug组,n=6只),腹主动脉开放前1min鞘内注射LY2940025ug(20ul),之后进行改良缺血后处理;PY10组(10ug组,n=6只)腹主动脉开放前1min鞘内注射LY29400210ug(20ul),之后进行改良缺血后处理;PY20组(20ug组,n=6只)腹主动脉开放前1min鞘内注射LY29400220ug(20ul),之后进行改良缺血后处理;LY组(n=6只)腹主动脉开放前1min鞘内注射LY29400210ug(20ul)。PD1组(1ug组,n=6只),腹主动脉开放前1min鞘内注射PD980591ug(20ul),之后进行改良缺血后处理;PD3组(3ug组,n=6只)腹主动脉开放前1min鞘内注射PD980593ug(20ul),之后进行改良缺血后处理;PD9组(9ug组,n=6只)腹主动脉开放前1min鞘内注射PD980599ug(20ul);之后进行改良缺血后处理;PD组(n=6只)腹主动脉开放前1min鞘内注射PD980593ug(20ul)。　　 在各实验时点严格灭RNA酶操作下取各组脊髓组织,一部分放入TRIZOL液中保存;一部分放入液氮保存;一部分于10％福尔马林溶液中固定,另一部分放入3％戊二醛中固定。　　 3、检测指标　　 (1)生理学指标:分别监测缺血前,缺血15min及再灌注10min后的MBP,HR及动脉血气(PH、PaO2、PaCO2、lac)值。　　 (2)神经运动功能评分:术后观察28天,采用Tarlov法分别于术后1,3,7,28天对兔后肢运动功能进行评分;改良的Tarlov分级评分标准:0分,没有可觉察的下肢活动;1分,有可觉察的关节自主活动;2分,后肢可自由活动但无法站立;3分,可站立但无法行走;4分,后肢功能完全恢复,能正常行走。　　 (3)HE染色观察脊髓神经病理学改变:再灌注1天深度麻醉动物后处死,分别取脊髓缺血节段L4制成石蜡包埋组织切片。常规HE染色,光镜下盲法计数脊髓灰质前角内健存运动神经元(胞浆中可见Niss1体),取平均值。　　 (4)TUNEL法神经元凋亡的检测:再灌注1天后取L4段脊髓,采用原位杂交(TUNEL染色)。　　 10％福尔马林溶液中固定脊髓组织经脱水、切片后,SP法进行免疫细胞化学染色,染色步骤按试剂盒说明书进行操作。DAB显色,苏木素轻度复染,脱水,透明,封片。采用显微图像分析系统(Olympus AX70/Coolsnapfx/MetaMorph)图像处理分析仪检测,每组在高倍镜下(×400)随机选择6个视野,检测兔脊髓神经元细胞凋亡程度。　　 (5)电镜观察　　 取脊髓组织约1mm3,经充分洗涤后,用1％饿酸固定,梯度酒精脱水,包埋剂包埋后,半薄切片,显微镜下定位,然后做成超薄切片,硝酸铀及柠檬酸铅双重染色,透射电镜下观察超微结构并摄像。　　 (6)羟胺法测定脊髓组织SOD含量,硫代巴比妥酸法测定MDA含量。　　 (7)RT-PCR方法检测各组细胞Bcl-2mRNA,BaxmRNA表达。　　 TRIZOL裂解各组细胞后进行总RNA的提取,测定样品OD260/280确定RNA质量。一步法RT-PCR,按宝生物公司逆转录反应试剂盒使用说明操作。按试剂盒说明加入反应体系。逆转录合成第一链cDNA,反应条件为42℃30min,95℃5min。直接进入第二链cDNA合成及PCR扩增,反应条件为94℃变性40s,54℃退火40s,72℃延伸60s,38个循环,最后72℃5min结束,4℃保存。取8ulPCR产物于2％的琼脂糖凝胶电泳,在溴酚蓝指示剂到达凝胶底部边缘时停止电泳。以溴化乙啶液(1ug/ul)覆盖凝胶,染色5min自动电泳凝胶成像分析仪下观察拍照。测定电泳条带密度值。　　 (8)免疫组织化学染色测定Phospho-Akt,Phospho-ERK蛋白表达。　　 10％福尔马林溶液中固定脊萌组织经脱水、切片后,SP法进行免疫细胞化学染色,染色步骤按试剂盒说明书进行操作。DAB显色,苏木素轻度复染,脱水,透明,封片。采用显微图像分析系统(Olympus AX70/Coolsnapfx/MetaMorph)图像处理分析仪检测,每组在高倍镜下(×400)随机选择6个视野,测出Phospho-Akt,Phospho-ERK蛋白表达的平均光密度。　　 (9)免疫蛋白印迹杂交(Western blot)测定Bcl-2、Bax、Caspase-3、Phospho-Akt、Phospho-ERK蛋白表达。　　 分别裂解各组细胞,收集上清,测定蛋白质浓度,然后按每个电泳孔道加入50μg蛋白混合样品进行聚丙烯酰胺凝胶电泳,转膜。先后加入一抗(Bcl-2,Bax,Caspase-3,Phospho-Akt,Phospho-ERK多克隆抗体,稀释度为1:500)和二抗(羊抗兔单克隆抗体,稀释度为1:5000)进行杂交。然后进行酶标染色显色,应用图像分析软件分析各电泳条带的蛋白含量。　　 4、统计学处理　　 数据以均数±标准差表示。数据处理采用SPSS12.0统计学软件。组间比较采用单因素方差分析,均数间两两比较用SNK检验。后肢运动功能评分采用非参数秩和Kruskal-Wallis方法检验,P＜0.05认为差异有显著性。　　 结果：　　 1.缺血后处理对兔脊髓缺血/再灌注损伤的保护　　 S组、C组、PA组、PB组四组在缺血前,缺血15min,缺血后10min时MBP,HR及动脉血气(PH、PaO2、PaCO2、lac)值无统计学差异(P＞0.05)。C组1、3、7、28天tarlov评分明显低于缺血后处理组,(P＜0.05)。S组:神经细胞轮廓清晰,极性存在,核圆,核仁清楚。尼氏体呈网状均匀排列于核周,胞浆均匀深染,整个组织结构完整、清楚,无中性粒细胞浸润,无出血、水肿等异常现象。C组:神经细胞肿胀,极性变钝,核仁轻度萎缩,尼氏体呈颗粒状,淡染,组织中有中性粒细胞浸润;PA、PB组,部分神经细胞轻度肿胀,极性稍变钝,核仁尚清,组织中未见中性粒细胞浸润。C组细胞凋亡显著增加,与S组比较差异显著(P＜0.05);PA组、PB组、较C组细胞凋亡明显减少(P＜0.05)。PA组、PB组与C组相比p-ERK、p-Akt蛋白表达明显上调,(P＜0.05)。C组脊髓MDA含量显著增加,SOD含量显著降低,与S组比较差异显著(P＜0.05);PA组、PB组较C组MDA含量显著减少,SOD含量显著增加(P＜0.05)。　　 2.PI3K/Akt及ERK传导通路抑制剂LY294002和PD98059对缺血后处理兔脊髓缺血/再灌注损伤的作用研究　　 鞘内注射5ugPI3K传导通路抑制剂LY294002能阻断缺血后处理的保护作用。5ug、10ug、20ug组Bcl-2mRNA表达明显降低,BaxmRNA表达明显增高,p-Akt蛋白表达明显降低,与PB组相比有显著差异(P＜0.05);鞘内注射1ugERK传导通路抑制剂PD98059能阻断缺血后处理的保护作用。1ug、3ug、9ug组Bcl-2mRNA表达明显降低,BaxmRNA表达明显增高,p-ERK蛋白表达明显降低与PB组相比有显著差异(P＜0.05)。　　 3.缺血后处理对兔缺血/再灌注损伤脊髓保护的线粒体机制　　 C组、LY294002、PD98059组与PB组相比胞浆内细胞色素C及Caspase-3蛋白表达增高(P＜0.05);线粒体内钙含量明显增加(P＜0.05).　　 讨论　　 动物实验和临床观察发现缺血脊髓血液恢复后,部分动物或患者细胞代谢障碍、结构破坏,神经系统症状反而加重,因而将这种脊髓血流再灌后产生的脊髓缺血性损伤进一步加重的现象称为脊髓缺血/再灌注损伤(SCIRI)[12]。研究表明,血液循环恢复后,虽然脊髓的缺血缺氧有所改善,但血液中的活性氧(ROS)可以引起缺血脊髓再灌注损伤,提示这种损伤不是发生在缺血期间,而主要发生在血运恢复、氧分子重新进入脊髓组织后[13]。自Mccord[14]1985年提出缺血/再灌注损伤的概念后,许多学者陆续证实在多种组织、器官存在缺血/再灌注损伤。近来研究证实自由基损伤及其引发的脂质过氧化反应是导致神经系统缺血/再灌注损伤的重要机制。脊髓组织膜结构含有丰富的脂质,缺血使神经细胞线粒体氧化还原酶系脱耦联,产生大量氧自由基,后者易攻击脂质引发过氧化反应,从而破坏膜结构的完整性,导致脊髓神经元的继发性损害。MDA是脂质过氧化的最终产物,测定MDA可直接反映自由基水平,其含量高低是组织细胞损伤的重要标志,而SOD活性则可反映氧自由基清除能力的高低[42]。缺血后处理可通过减少再灌注后氧自由基的过度生成并加速其清除,减轻氧自由基对生物膜结构和功能的破坏,从而发挥其保护作用。从本实验可以看出SOD参与了脊髓缺血/再灌注损伤的病理过程。我们将再灌注早期灌注压力控制在较低水平(45-55mmHg),结果证明这种再灌注方法也可以显著减轻缺血后脊髓的神经功能损害。同经典的后适应方法相比较,这种控制性低灌注压再灌注方法没有附加缺血,可能更易于为临床工作所接受,可以认为是一种改良的缺血后适应方法。　　 MAPK家族成员是哺乳动物细胞内一组进化保守的细胞信号转导酶类,作为重要的信号传递途径之一,其连接细胞膜表面受体与决定性基因的表达,被认为是任何胞外刺激由胞外向胞内转导的跨膜信号通路的交汇点。ERK是MAPK家族的一员,研究表明ERK途径在多种疾病包括缺血/再灌注损伤过程中发挥着重要作用。细胞外调控激酶ERK1/2信号传导通路也很可能参与了缺血后处理过程[16]。迄今为止,在重要脏器的缺血/再灌注损伤研究中,均发现在损伤早期伴有ERK蛋白激酶的激活。但其在脊髓缺血中的表达及作用研究结果不一。Pd98059是作用于ERK通路中ERK上游的蛋白激酶MEK(MAPK/ERK激酶)的特异性抑制剂,其特异性地抑制ERK的磷酸化而阻断此通路的细胞信号转导。Hu等[17]用Western blotting和激光共聚焦显微镜在大鼠脑缺血模型上观察15min脑缺血后MAPK的活性变化,发现缺血/再灌注后30min和4h在耐受缺血的CA3/DG区细胞核有p-ERK表达。另外,有研究表明,ERK激活后,可降低脑缺血/再灌注损伤NMDA受体活性,抑制Ca2+内流,具有神经元保护作用[18-19];ERK激活后通过信号传导,活化细胞核内不同的转录调节因子,进而使细胞出现增殖、分化或凋亡。Darling等[20]在兔离体心脏缺血后处理模型持续再灌注前25min给予ERK1/2抑制剂PD298059后,缺血后处理诱导的心肌梗死面积减少的作用被抑制。　　 近年来在脊髓缺血/再灌注过程中抗凋亡(促增殖)途径,如PI3K/Akt途径,在缺血性损伤保护中的作用受到越来越多的重视。PI3K活化而产生的类脂产物3,4-二磷酸磷脂酰肌醇(PIP2)和3,4,5-三磷酸磷脂酰肌醇(PIP3)作为第二信使可激活细胞内多种靶蛋白,最终调节细胞的增殖、分化、存活等过程[21]。Akt,即丝氨酸/苏氨酸蛋白激酶B(PKB),是PI3K直接的下游作用靶点。Akt通过磷酸化一系列凋亡调控蛋白,如BAD、caspase-9、NF-κB等,进一步调节抗凋亡基因的转录,促进细胞存活[22]。对PI3K/Akt途径的调控可以降低缺血/再灌注引起的脑损伤[6],通过增加Bcl-2的表达、降低Bax的表达和细胞色素c的释放,发挥其保护作用[24]。Tsang[6]通过Western blot分析发现后处理诱导了Akt磷酸化的增强,在使用PI3K抑制剂LY294002后,后处理介导的磷酸化被终止,保护作用同时被取消。Feng等[25]在给予LY294002后取消了心肌保护作用,尽管目前缺血后处理的机制还不很清楚,但大量的研究提示后处理很可能是通过PI3K/Akt途径以及它的下游靶物发挥作用的。　　 有的学者认为PI3 K/Akt和ERK1/2都参与了后处理的保护作用,并且它们的保护作用是通过抑制mPTP的开放而产生的[26]。它能调节MPTP的开放以及释放ROS、凋亡因子加重心肌的缺血性损伤[20]。MPTP的开放导致线粒体内膜电位丧失及呼吸链解偶联,细胞色素C及其它促凋亡因子释放至细胞浆,最终导致细胞发生凋亡。　　 本实验观察到,缺血组脊髓缺血25分钟后,再灌注24小时出现神经细胞凋亡,神经功能障碍,脊髓病理改变。两种缺血后处理组再灌注24小时后能明显减少神经细胞凋亡的数量,显著改善神经功能和脊髓病理改变。说明缺血后处理对缺血脊髓的保护作用部分是通过抑制神经细胞凋亡来实现的。另外可通过减少再灌注后氧自由基的过度生成并加速其清除,减轻氧自由基对生物膜结构和功能的破坏,从而发挥其保护作用,SOD参与了脊髓缺血/再灌注损伤的病理过程。通过本实验研究我们认为ERK通路是神经元的存活通路,特异性抑制剂使得ERK通路发生变化,从另一方面说明ERK参与了缺血后神经元的保护。另外,我们通过考察缺血/再灌注早期的神经保护作用,发现缺血/再灌注早期,髓腔内注射PI3K的抑制剂LY294002取消了神经保护作用。提示我们缺血/再灌注后ERK及PI3K/Akt途径参与了促进细胞存活的保护性机制,且与mPTP相关,可能机制尚有待研究。本实验为临床治疗缺血性脊髓损伤提供了一定的理论依据。　　 结论:　　 在脊髓缺血/再灌注过程中应用缺血后处理可在一定程度上缓解缺血/再灌注对脊髓组织的损伤,减少细胞凋亡,并通过线粒体途径对脊髓组织具有一定程度的抗缺血性保护作用。PI3K/Akt及ERK传导通路抑制剂LY294002和PD98059明显阻断缺血后处理兔脊髓缺血/再灌注损伤的保护作用:脊髓细胞凋亡增加,Bcl-2蛋白表达显著降低、Bax蛋白表达显著增强,表明抑制剂组p-Akt及p-ERK正常表达受到破坏,造成一系列分子生物学改变,从而导致脊髓细胞凋亡增加和线粒体功能的改变。