研究背景：　　临床上多种肾脏疾病均有不同程度的肾小管损伤，甚至在肾脏受损前已出现肾小管损伤。多种因素如缺血、缺氧、缺血再灌注、毒物、药物等均可引起肾小管损伤，药物损害造成肾小管损伤常见，如氨基糖甙类、头孢菌素、二性霉素B、万古霉素等。当肾脏受缺氧、中毒、细胞炎性反应因子、血浆蛋白或葡萄糖等因素作用后，肾小管会受到一定的损伤，从而引起肾小管功能受损，主要病理表现为肾小管上皮细胞肿胀、空泡变性、脱落和坏死，损伤较重时表现为急性肾小管坏死。肾小管病变程度与肾脏疾病的发展、疗效和预后密切相关，但肾小管上皮细胞的修复再生能力极其有限，迄今缺乏特效的治疗手段，骨髓间充质干细胞（BM-MSCs）移植为肾小管损伤的治疗带来了希望。　　BM-MSCs治疗肾小管损伤的机制存在争议，多数学者认为肾小管损伤通过促进肾小管上皮细胞再生机制和旁分泌机制进行修复。BM-MSCs迁入受损肾脏并分化为肾小管上皮细胞而修复，或通过 BM-MSCs与受损细胞融合而修复，而并非分化为肾小管上皮细胞。旁分泌则通过上调抗炎因子及抑制炎症因子水平而起修复作用。然而当组织损伤时，机体内氧化应激（OS）升高，抗氧化因子水平下降。因此，提高抗氧化因子水平能有效降低OS。BM-MSCs是否存在抗氧化机制，本课题将进行相关的研究。并探讨 BM-MSCs对肾小管损伤的作用。　　本研究拟：（1）建立肾小管损伤模型，通过BM-MSCs移植治疗肾小管损伤，观察BM-MSCs对肾小管损伤的作用。（2）观察BM-MSCs能否提高抗氧化因子过氧化物歧化酶（SOD）、血红素加氧酶-1（HO-1）、谷胱甘肽过氧化物酶（Gpx）水平。（3）SOD、HO-1、Gpx水平与肾小管损伤修复是否具有相关性。观察指标：肾脏组织匀浆SOD、HO-1、Gpx水平，肾小管病理评分，肾小管上皮细胞凋亡率(AI)、肾小管上皮细胞增殖（PCNA标记指数），血肌酐（SCr）、血尿素氮（BUN）、肿瘤坏死因子-α（TNF-α）、白介素-1β（IL-1β）白介素-10（IL-10）和丙二醛（MDA）水平。　　目的：　　探讨BM-MSCs对大鼠肾小管损伤的作用及抗氧化机制，为BM-MSCs在临床上治疗肾小管损伤提供依据。　　方法：　　1.选取3w-4w的体重80g-100g的大鼠断颈处死后获取 BM-MSCs。用贴壁培养法培养及纯化 BM-MSCs，BM-MSCs扩增、传代培养至第三代经光学显微镜观察、表面抗体鉴定、成骨及成脂诱导分化，确定培养细胞为BM-MSCs。选取第三代 BM-MSCs移植治疗大鼠肾小管损伤。　　2.36只SD大鼠随机分为正常组、模型组和干预组，每组12只。模型组和干预组用GM100mg/kg·d腹腔注射7天，正常组用等体积生理盐水腹腔注射。干预组用1ml生理盐水重悬4×106 BM-MSCs，制成细胞悬液并注入尾静脉，模型组及正常组用生理盐水1ml注入尾静脉。尾静脉注射7天后，麻醉三组所有大鼠，取全血及肾脏标本。血标本离心后获得血浆用比色法检测SCr、BUN水平；血清标本用ELISA法检测炎症因子TNF-α、IL-1β及抗炎因子IL-10；肾标本用于病理、TNNEL、免疫组化检测；肾脏组织匀浆用于检测MDA水平及SOD、Gpx水平；实时荧光定量PCR法检测HO-1 mRNA表达水平。　　结果：　　1. BM-MSCs培养结果　　1.1形态学上，BM-MSCs呈梭性或纺锤形。多次传代后BM-MSCs形态学无明显改变。　　1.2表面抗体鉴定显示BM-MSCs表面CD29、CD44阳性，CD45、CD34阴性。　　1.3体外能诱导BM-MSCs向骨细胞及脂肪细胞分化。　　2. BM-MSCs对大鼠肾小管损伤的作用　　2.1 SCr、BUN水平：干预组、模型组及正常组 SCr水平分别为145.00±18.49μmol/L、303.1±80.83μmol/L及99.65±13.69μmol/L，干预组SCr水平低于模型组，差异有统计学意义，P＜0.01;干预组、模型组及正常组BUN水平分别为6.14±1.29 mmol/L、13.22±1.25 mmol/L及3.58±0.37 mmol/L，干预组BUN水平低于模型组，差异有统计学意义，P＜0.01。　　2.2肾小管病理评分：干预组2.58±0.51，模型组4.67±0.65，正常组0.17±0.4，干预组病理评分低于模型组，差异有统计学意义，P＜0.01。　　2.3 TNF-α、IL-1β、IL-10水平：干预组、模型组及正常组TNF-α水平分别为43.45±6.28 pg/ml、77.69±9.34 pg/ml及24.25±3.42pg/ml。干预组TNF-α水平低于模型组，差异有统计学意义，P＜0.01；干预组、模型组及正常组IL-1β水平分别为459.13±56.97 pg/ml、819.21±120.33pg/ml及272.38±32.86 pg/ml，干预组IL-1β水平低于模型组，差异有统计学意义P＜0.01；干预组、模型组及正常组IL-10水平分别为255.99±31.42 pg/ml、168.69±18.3 pg/ml及138.38±9.7 pg/ml，干预组IL-10水平高于模型组，差异有统计学意义P＜0.01。　　2.4 AI:干预组、模型组及正常组的AI分别为0.31±0.15、8.84±4.09及2.69±1.07，干预组AI低于与模型组，差异有统计学意义，P＜0.01。　　2.5肾小管上皮细胞增殖（PCNA标记指数）：干预组、模型组及正常组的PCNA标记指数分别为7.94±2.74、2.66±0.78及0.05±0.07，干预组PCNA标记指数高于模型组，差异有统计学意义，P＜0.01。　　2.6 MDA水平：干预组、模型组及正常组 MDA水平分别为2.36±0.27 nmol/mgprot、4.06±0.74 nmol/mgprot及1.63±0.29 nmol/mgprot，干预组MDA水平低于模型组，差异有统计学意义，P＜0.01。　　2.7 SOD、Gpx水平：干预组、模型组及正常组 SOD水平分别为267.73±16.99 U/mgprot、216.36±7.30 U/mgprot及182.67±5.13 U/mgprot，干预组SOD水平高于模型组，差异有统计学意义，P＜0.05；干预组、模型组及正常组 Gpx水平分别为79.74±12.15活力单位、42.65±8.74活力单位及4.11±0.51活力单位，干预组Gpx水平高于模型组，差异有统计学意义，P＜0.01。　　2.7 HO-1 mRNA表达水平（2-ΔΔCt值）：干预组、模型组及正常组HO-1 mRNA水平分别为30.03±16.46、9.19±0.77及0.73±0.10，干预组HO-1 mRNA水平高于模型组，差异有统计学意义，P＜0.01。　　2.8相关性：HO-1、SOD、Gpx水平与肾小管损伤评分、SCr、BUN、TNF-α、IL-1β水平及细胞凋亡率呈负相关，相关性具有统计学意义，P＜0.05；与 IL-10、PCNA标记指数呈正相关，相关性亦具有统计学意义，P＜0.01。　　结论：　　1.贴壁培养法适于培养BM-MSCs，且能高度纯化BM-MSCs；通过表型鉴定能区分BM-MSCs和造血干细胞及成纤维细胞；体外能诱导 BM-MSCs多向分化。　　2. BM-MSCs移植能减少上皮细胞凋亡，对肾小管具有保护作用，同时BM-MSCs还能促进细胞再生，改善肾功能及肾脏病理损伤，修复受损肾小管。其作用机制是通过提高抗氧化因子水平来实现的。通过抗氧化途径BM-MSCs还能发挥抗炎作用。